#PAGE_PARAMS# #ADS_HEAD_SCRIPTS# #MICRODATA#

Modelování lidské ledviny in vitro –⁠ potenciál renálních organoidů a tubuloidů pro urologii


Authors: Viktória Filipková 1;  Tomáš Pelikán 2;  Roman Zachoval 1;  Petr Heneberg 2
Authors‘ workplace: Urologická klinika 3. LF UK, a Fakultní Thomayerovy, nemocnice, Praha 1;  Interní klinika 3. LF UK, a FN Královské Vinohrady, Praha 2
Published in: Ces Urol 2025; 29(3): 131-140
Category: Review article
doi: https://doi.org/10.48095/cccu2025019

Overview

Renální organoidy jsou pokročilé tkáňové kultury, které in vitro napodobují strukturu, fyziologii a onemocnění původního orgánu. Organoidy umožňují personalizovaný přístup k diagnostice a léčbě onemocnění a jejich význam v urologii stále roste. Organoidy odvozené z indukovaných pluripotentních kmenových buněk umožňují modelovat embryonální vývoj nefronů, zatímco tubuloidy vzniklé z dospělých buněk lépe napodobují funkce zralé ledvinné tkáně. Díky schopnosti odrážet genetické a funkční vlastnosti konkrétního pacienta nacházejí organoidy uplatnění při testování účinnosti a toxicity léčiv, studiu molekulárních mechanizmů onemocnění ledvin a mohou být využity v regenerativní medicíně. Nádorové organoidy mají potenciál ve výzkumu onkogeneze, modelování nádorového mikroprostředí nebo predikci odpovědi na terapii. Navzdory současným výzvám v oblasti kultivace a funkční integrace se možnosti klinické aplikace renálních organoidů rychle rozšiřují.

Hlavní stanovisko práce: Tento přehledový článek shrnuje problematiku renálních organoidů vč. jejich charakterizace, aplikací, limitací a budoucího směřování se zaměřením na oblast urologie.

Klíčová slova:

nádorové organoidy – personalizovaná medicína – renální karcinom – renální organoidy – tubuloidy

Organoidy, pokročilé tkáňové modely

Ledviny jsou jedním z nejsložitějších a nejlépe organizovaných orgánů v lidském těle a svou funkcí se podílejí na vylučování odpadních látek, regulaci homeostázy vnitřního prostředí a svými metabolickými působky ovlivňují i další orgánové systémy. Pokročilé in vitro modely jsou nezbytné pro detailní studium vývoje, fyziologie a patofyziologie ledvin, jelikož tradiční přístupy, vč. zvířecích modelů a dvourozměrných (2D) buněčných kultur, nedokáží plně rekapitulovat komplexní architekturu a funkční interakce in vivo [1]. Vytváření pokročilých trojrozměrných (3D) in vitro modelů využívajících tkáň pacienta představuje budoucnost personalizované medicíny. Organoidy jsou 3D mnohobuněčné tkáňové kultury, které přesněji napodobují komplexní strukturu, fyziologii a onemocnění zdrojového orgánu než 2D buněčné linie. Díky komplexnosti organoidů lze studovat interakce různých buněčných typů, vliv extracelulární matrix, vývoj a funkci prostorových kompartmentů [2].

Organoidy se vytvářejí buď z indukovaných pluripotentních kmenových buněk (iPSC –⁠ induced pluripotent stem cells), nebo z dospělých kmenových buněk (ASC –⁠ adult stem cells) pacienta, což jsou dvě komplementární techniky se schopností napodobit různé aspekty cílových orgánů [3]. Organoidy v urologickém výzkumu lze rozdělit na modely odvozené z primární a nádorové tkáně, jejichž příkladem jsou organoidy vytvořené z karcinomu ledvin nebo adenokarcinomu prostaty [4,5] (obr. 1).

Image 1. Schematické porovnání zdrojových tkání, jejich zpracování, výsledné in vitro modely a jejich použití v oblasti iPSC a ASC organoidů ledvin. Vytvořeno v BioRender.com.
Schematické porovnání zdrojových tkání, jejich zpracování, výsledné in vitro modely a jejich použití v oblasti iPSC a ASC organoidů ledvin. Vytvořeno v BioRender.com.
Fig. 1. Schematic comparison of source tissues, their processing, resulting in vitro models and applications of iPSC and ASC renal organoids. Created in BioRender.com.

Biobanky organoidů

Možnost kultivace a expanze organoidů umožňuje vznik biobank založených na systematickém sběru, zpracování a uchovávání vzorků spolu s detailními informacemi o pacientech. V současnosti existuje řada rozsáhlých biobank nejen v akademické sféře, ale i v komerčním sektoru, kde společnosti jako Cellesce a Repliorg nabízejí předpřipravené renální organoidy určené k vědeckému výzkumu. Komercializace organoidů má potenciál výrazně přispět k pokroku v translačním výzkumu, testování léčiv a personalizované i regenerativní medicíně. Rozvoj však brzdí vysoké náklady, absence jednotných regulačních rámců a etické výzvy. Z etického pohledu zůstává předmětem diskuzí vlastnictví organoidů biobankou, zejména v kontextu komercializace. Řádně informovaný pacient je dárcem původního biologického materiálu, ale právní vlastnictví organoidů v biobankách náleží instituci, která je zpracovává a uchovává [6,7].

Table 1. Srovnání protokolů iPSC organoidů tkáně ledviny, jejich charakteristiky, výhody a využití.
Srovnání protokolů iPSC organoidů tkáně ledviny, jejich charakteristiky, výhody a využití.
Tab. 1. Comparison of iPSC protocols of kidney tissue organoids, their characteristics, advantages and applications.

Organogeneze ledvin

Pro vytvoření ledvinných struktur in vitro je nutné detailně porozumět fyziologickému vývoji ledvin, vč. buněčných interakcí a signálních drah. Ledvina se skládá z 30–40 typů buněk uspořádaných do složité architektury, což komplikuje tvorbu přesných modelů pro výzkum [8]. In vitro modely lze vytvořit podle vývojového procesu, který napodobuje embryogenezi, při níž se ledvina vyvíjí z mezodermu [9]. Klíčovou roli v nefrogenezi hrají interakce mezi ureterovým pupenem a mezenchymem metanefrogenního blastému. Organogeneze ledvin také závisí na migraci stromálních a endoteliálních buněk z jiných embryonálních oblastí. Stromální a endoteliální buňky zajišťují správný vývoj ledvin tím, že tvoří podpůrné stroma, poskytují signální molekuly a podílejí se na tvorbě imunitního mikroprostředí [8]. Selhání podpůrných buněk vede k dysfunkci ledviny [10]. Nefrogeneze probíhá výhradně prenatálně a po 36. týdnu těhotenství mizí progenitorové buňky, což omezuje regenerační schopnosti ledvin [11]. Regenerace v postnatálním období je omezena pouze na opravu poškozených buněk již existujících struktur, zejména v proximálních tubulech, kde dochází k proliferaci diferencovaných epitelových buněk [12]. Tato omezená regenerace má významné důsledky pro výzkum onemocnění ledvin a podporuje vývoj nových terapeutických strategií, jako jsou organoidy.

Organoidy odvozené z indukovaných pluripotentních buněk (iPSC)

Charakteristika a zdroje

Pro tvorbu renálních iPSC organoidů se využívají diferencované buňky pacienta, jako jsou kožní fibroblasty, adipocyty a krevní buňky, které jsou přeprogramovány do dediferencovaného pluripotentního stavu. Tvorba renálních iPSC organoidů je časově náročný proces, který trvá několik měsíců a zahrnuje přeprogramování primárních buněk a jejich následnou diferenciaci. Zdrojové buňky jsou pomocí kombinace růstových faktorů a malých molekul diferencovány směrem k intermediálnímu mezodermu, z něhož vznikají trojrozměrné organoidy napodobující vývoj nefronů (tab. 1). Celý proces napodobuje klíčové kroky embryonální organogeneze a umožňuje vznik struktur, které se vytvářejí pouze v průběhu vývoje [13,14]. Tyto organoidy obsahují jak epiteliální, tak mezenchymové buňky, ale zůstávají méně diferencované a vykazují buněčnou heterogenitu [15–17]. Sekvenování RNA jednotlivých buněk odhalilo, že iPSC organoidy jsou tvořeny podocyty, buňkami proximálního a distálního tubulu, Henleovy kličky, sběrných kanálků, stromálními a endoteliálními buňkami. Přestože iPSC organoidy zahrnují různé typy ledvinných buněk, chybí jim některé klíčové složky, jako jsou mezangiální buňky nebo glomerulární endotel [16].

Dva nejpoužívanější protokoly pro generování renálních iPSC organoidů byly publikovány v roce 2015 nezávisle skupinami Takasato et al. a Morizane et al. [13,14]. Oba protokoly napodobují vývojovou cestu k intermediálnímu mezodermu a metanefrickému mezenchymu, ale liší se v několika klíčových aspektech, které ovlivňují složení, strukturu a funkci výsledných organoidů.

Aplikace iPSC organoidů

Organoidy iPSC rekapitulují vývoj ledvin, proto umožňují detailní studium nefrogeneze a modelování vývojových poruch. Pro urology je zajímavou aplikací renálních organoidů jejich využití ve farmaceutickém výzkumu, kde slouží k testování nových léčiv, screeningu nefrotoxicity a studiu farmakodynamiky [18]. V porovnání s běžnými tkáňovými kulturami mají organoidy potenciál hodnověrně modelovat různé patofy-
ziologické děje, což má potenciál pro hledání nových biomarkerů a terapeutických cílů. Vzhledem k absenci systémového kontextu v rámci kultur organoidů je dalším krokem použití mikrotekutinových systémů k přesnějšímu napodobení prostředí in vivo [19].

Funkce iPSC organoidů jako experimentálního modelu byla hodnocena zkoumáním účinku nefrotoxických léčiv, které v nich indukují buněčné poškození [20–22]. Aktuální výzvu představuje definování role organoidů v hodnocení léčiv z hlediska bezpečnosti pro potřeby regulačních autorit, jako je Úřad pro kontrolu potravin a léčiv [23].

Potenciálním přínosem organoidů v urologii může být modelování transplantovatelných tkání pomocí orgánového bioinženýřství. Organoidy upravené technologií CRISPR/Cas9 umožňují vytvářet imunotolerantní tkáně s manipulovanými molekulami HLA (human leukocyte antigen), které zvyšují kompatibilitu mezi dárci a příjemci, a tím mohou snížit riziko akutní a/nebo chronické rejekční reakce [24,25].

Limitace iPSC

Renální organoidy mají slibné využití, avšak čelí řadě problémů, vč. časově náročné tvorby a krátké doby kultivace, což omezuje jejich využití při studiu chronických onemocnění a dlouhodobých účinků léčiv. Omezená životnost způsobuje problémy s dlouhodobým skladováním a kryoprezervací, což vyžaduje analýzu dopadu biobankování na buněčné vlastnosti [6]. Problematická je také standardizace mezi laboratořemi používajícími stejný kultivační protokol kvůli batch-to-batch variabilitě, která je způsobena rozdíly v rychlosti zrání a buněčné heterogenitě [26]. Navíc současné kultivační metody produkují organoidy s přítomností diferencovaných buněk jiných tkání, tzv. off-target buněk, a absencí klíčových buněčných typů, jako jsou mezangiální buňky. Navíc buňky reprogramované do pluripotentního stavu mohou vykazovat genomovou nestabilitu, což zvyšuje riziko vzniku teratomů. Proto je z pohledu rozvíjející se regenerativní medicíny nezbytné důkladně vyřešit otázky bezpečnosti a standardizace iPSC organoidů před zahájením klinických studií [27].

Budoucí směrování

Renální iPSC organoidy mají potenciál být v budoucnu využity v bioinženýrství k náhradě nebo regeneraci poškozené ledvinné tkáně díky možnosti vytvoření autologní tkáně. Pro jejich klinické uplatnění je však nezbytné zajistit správné buněčné složení, úspěšné začlenění do hostitelského organizmu, dostatečnou vaskularizaci a prokázanou funkčnost [28]. Navzdory uspořádání připomínajícímu nefronální architekturu zůstává vytvoření vyšší úrovně organizace s ohledem na společný sběrný systém moči a cévní systém náročné. Problémem je nedostatečná tvorba cévního řečiště, většina glomerulů zůstává in vitro avaskulární, ačkoliv v organoidech existují endoteliální buňky. Dalším z chybějících prvků je výstupní močový trakt, kterým by proudila moč produkovaná glomeruly, stejně jako chybí vyšší úroveň funkční organizace, jež byla podrobně popsána u dospělé ledviny vč. zonace imunitních buněk [8,27]. Pro dosažení větší strukturální a funkční zralosti renálních iPSC organoidů je klíčové napodobit fyziologické prostředí in vivo, zejména proudění tekutin, které standardním statickým kulturám chybí. Technologie organ-on-a-chip nabízí dynamické mikroprostředí, jež podporuje vaskulogenezi, diferenciaci a buněčnou organizaci, čímž zvyšuje využitelnost organoidů pro výzkum i testování léčiv [29,30].

Table 2. Srovnání metod založení ASC organoidů tkáně ledviny z lidské moči a přímo tkáně ledviny. Upraveno dle Schutgens et al. [32].
Srovnání metod založení ASC organoidů tkáně ledviny z lidské moči a přímo tkáně ledviny. Upraveno dle Schutgens et al. [32].
Tab. 2. Comparison of methods for the establishment of renal ASC organoids from human urine and kidney tissue.
Adapted from Schutgens et al. [32].

Organoidy odvozené z dospělých kmenových buněk (ASC)

Charakteristika a zdroje

Organoidy ASC, nazývané renální tubuloidy, jsou vytvořeny z primárních epiteliálních buněk dospělých ledvin. Zdrojová tkáň je získána invazivně z ledvinné tkáně provedením biop-
sie nebo nefrektomií z jiných důvodů. Vzácným ale neinvazivním způsobem je možnost odběru z moči, ve které se vyskytují odloučené epitelie (tab. 2) [31]. Tvorba tubuloidů zahrnuje disociaci tkáně na primární buňky, jejich kultivaci v médiu obohaceném o růstové faktory a indukci kmenového stavu pomocí signálních molekul, což vede k jejich proliferaci a formování trojrozměrných struktur v gelovém prostředí (obr. 2). Ve srovnání s iPSC organoidy je tento proces jednodušší a rychlejší, přičemž tubuloidy vznikají během prvního týdne a jsou dlouhodobě expandovatelné po více než 6 měsíců [31,32]. Tubuloidy tvoří cystické struktury sféroidního tvaru sestávající z jednoduchého kubického epitelu (obr. 3). Tubuloidy rekapitulují plastický proces regenerace renálních tubulárních buněk, který umožňuje fyziologickým způsobem exponenciální expanzi primárního epitelu ledvin po dobu několika měsíců bez nutnosti genetického přeprogramování nebo imortalizace buněk [12]. Karyotypizace a sekvenování genomu tubuloidů ukázaly, že po dobu kultivace zůstávají geneticky stabilní. Ačkoliv se skládají výhradně z epiteliálních buněk a postrádají glomerulární, endoteliální a stromální složky, obsahují buňky proximálního tubulu, Henleovy kličky, distálního tubulu a sběrných kanálků [14,22]. Jejich funkčnost byla potvrzena expresí klíčových transportních proteinů [31,32].

Aplikace ASC organoidů

V současnosti jsou tubuloidy využívány k modelování různých onemocnění ledvin, vč. infekčních, dědičných, metabolických a nádorových [11]. Tubuloidy umožňují studium molekulárních mechanizmů opravy renální tkáně, což může přispět k identifikaci nových biomarkerů a terapeutických cílů při renálním selhání. Díky své struktuře s polarizovaným, nepropustným epitelem jsou vhodné i pro zkoumání tubulárního transportu a testování účinnosti a toxicity léčiv [31,32]. Tubuloidy lze aplikovat ve výzkumu v modelaci genetických onemocnění, jako je např. cystická fibróza. Tyto tubuloidy rekapitulují charakteristické abnormality v transportu elektrolytů a lze je použít k testování účinku nových léčiv [32]. V současnosti byly ASC organoidy vytvořeny také z nádorové tkáně ledvin za účelem studia maligních onemocnění [32,33]. Potenciální aplikací tubuloidů je použití v regenerativní medicíně díky jejich imunologickému profilu vhodnému pro buněčnou terapii a náhradu funkce orgánů [34].

Limitace ASC organoidů

Limitací tubuloidů je jejich jednoduchá struktura skládající se pouze z epiteliálních buněk. Vytvoření komplexního tkáňového modelu vyžaduje kokultivaci s endoteliálními a stromálními buňkami, které povedou ke vzniku glomerulárních struktur, intersticia a vaskularizace vzniklé tkáně. Podobně jako u iPSC organoidů je problémem buněčná heterogenita s přítomností off-target buněk [33]. Další limitací tubuloidů a iPSC renálních organoidů je jejich omezená metabolická kapacita, která představuje omezení pro jejich využití v predikci metabolizmu léčiv a nefrotoxicity. Ve srovnání s nativní ledvinou vykazují oba typy organoidů omezenou expresi a aktivitu enzymů cytochromu P450 (CYP), zejména izoenzymů zodpovědných za metabolizmus léčiv, jako jsou CYP3A4, CYP2B6 a CYP2E. To omezuje jejich schopnost přesně modelovat metabolizmus léčiv v ledvinách [35].

Image 2. Schematický přehled tvorby ASC organoidů ledviny ze zdravé tkáně kůry ledviny a tkáně ccRCC.
Schematický přehled tvorby ASC organoidů ledviny ze zdravé tkáně kůry ledviny a tkáně ccRCC.
V průběhu nefrektomie je odebrán vzorek nádorové tkáně a zdravé kůry (1). Tkáň je disociována, zpravidla pomocí kombinace mechanické a enzymatické disociace (2). Buněčná suspenze kůry ledviny je zapouzdřena přímo do gelu extracelulární matrix, zatímco suspenze ccRCC prochází krokem kultivace v suspenzi, kde dochází k tvorbě nádorových shluků. Organoidy ccRCC jsou následně zasazeny do gelu extracelulární matrix (3). V průběhu kultivace se tvoří cystické renální tubuloidy, ccRCC organoidy tvoří solidní struktury (4). Zastoupení buněčných typů je stanoveno pomocí imunofluorescence na konfokálním mikroskopu. Renální tubuloidy (nahoře) – jádra (modře, DAPI) buňky proximálních tubulů (červeně, VIL1), buňky Henleovy kličky (žlutě, THP), buňky distálního kanálku (zeleně, CALB1), buňky sběracího kanálku (fialově, AQP3); ccRCC organoidy (dole) – imunitní buňky (žlutě, CD45), nádorové buňky (červeně, CA9) (5). Vytvořeno v BioRender.com.

Fig. 2. Schematic overview of the formation of renal ASC organoids from healthy renal cortical tissue and ccRCC tissue. During nephrectomy, a sample of tumor tissue and healthy cortex is taken (1). The tissue is dissociated, usually by a combination of mechanical and enzymatic dissociation (2). The renal cortical cell suspension is directly encapsulated in an extracellular matrix gel, while the ccRCC suspension undergoes a suspension culturing step to form tumor clusters. The ccRCC organoids are subsequently embedded in the extracellular matrix gel (3). Cystic renal tubuloids are formed during the culturing process, and ccRCC organoids form solid structures (4). The representation of cell types is determined by immunofluorescence on a confocal microscope. Renal tubuloids (top) – nuclei (blue, DAPI) proximal tubule cells (red, VIL1), Henle’s cells (yellow, THP), distal tubule cells (green, CALB1), collecting duct cells (purple, AQP3); ccRCC organoids (bottom) – immune cells (yellow, CD45), tumor cells (red, CA9) (5). Created in BioRender.com.

Budoucnost směřování

Tubuloidy představují snadnou možnost rozšíření výzkumu různých onemocnění, vytvoření tkáňových biobank a usnadnění personalizované medicíny. Umožňují farmaceutický screening a validaci léků na velké skupině pacientů s určitým onemocněním. V neposlední řadě je lze využít ve výzkumu na molekulární úrovni k hledání nových možností cílené terapie. Dalším úkolem je validovat in vitro screening léčiv v korelaci se skutečnými klinickými výsledky [33].

Organoidy odvozené z nádorové tkáně

Nádory ledvin

Renální karcinom (RCC –⁠ renal cell carcinoma) je nádor vycházející z epitelu ledvin a tvoří přibližně 2 % všech nádorů dospělých. Nejčastějším histologickým typem je světlobuněčný RCC, který reprezentuje 70 % RCC. Papilární RCC tvoří 13–20 % nádorů, chromofobní karcinom se vyskytuje v 5 % a zbylé případy zahrnují vzácnější histologické typy. Léčba se řídí klinickým stadiem a stavem pacienta podle aktuálních doporučení vydaných odbornými společnosti. U pacientů s lokalizovaným nádorem je chirurgický výkon kurativní léčbou. Pacienti v dobrém klinickém stavu s neoperabilním nebo metastazovaným nádorem jsou léčeni systémovou terapií [36]. Nicméně klinické výsledky cílené terapie jsou často neuspokojivé a dramaticky se liší v důsledku rozsáhlé intratumorální a intertumorální heterogenity nádoru [37]. V případech pokročilého RCC se po počáteční odpovědi na léčbu první linie mohou objevit odolnější nádorové klony, na které je obtížnější zacílit. Pacienti se stejným typem RCC nesou různé mutační profily nádorů, proto nejsou odpovědi pacientů na systémovou léčbu stejné [38].

Image 3. Fotodokumentace kultury renálních tubuloidů pomocí světelné mikroskopie v průběhu času.
 Fotodokumentace kultury renálních tubuloidů pomocí světelné mikroskopie v průběhu času.
Při založení kultury jsou patrné heterogenní buněčné shluky tkáně kortexu ledviny. Již po týdnu kultivace se tvoří cystické struktury, které během dalšího týdnu nabývají na velikosti. Vytvořeno v BioRender.com.
Fig. 3. Photodocumentation of renal tubuloid culture by light microscopy over time. Heterogeneous cellular clusters of renal cortical tissue are visible at the establishment of the culture. Already after one week of culture, cystic structures form, which increase in size over the next week. Created in BioRender.com.

Charakteristika a zdroje nádorových organoidů

Organoidy odvozené z nádorové tkáně pacienta jsou 3D struktury, které spontánně samoorganizují in vitro, zachovávají své genetické aberace a reprodukují molekulární a histologický fenotyp původního nádoru. Nádorové organoidy jsou vhodné ke zkoumání molekulárního mechanizmu onkogeneze, k identifikaci nových diagnosticko-prognostických biomarkerů a k personalizované léčbě [33,38]. Zdrojovou tkání je přímo nádor pacienta, z něhož je proveden odběr tkáně ke zpracování. Na rozdíl od normálních renálních kultur mají nádorové organoidy odlišné požadavky na složení kultivačního média. Úspěšnost založení nádorové kultury je nižší než u normálních organoidů. Může to být důsledek nekrotického prostředí nádorových tkání nebo snížení adheze mezi buňkami, což snižuje tvorbu 3D struktur, ale nádorové buňky tak mohou získat invazivní vlastnosti (obr. 4). V porovnání s normálními kulturami vykazují nádorové organoidy sníženou schopnost růstu a dlouhodobé kultivace [33]. Nádorové organoidy vykazují odlišnou morfologii oproti tubuloidům ze zdravé tkáně, přičemž tvoří volně organizované 3D struktury s hustými buněčnými agregáty a aberantními jádry.

Image 4. Fotodokumentace kultury ccRCC organoidů pomocí světelné mikroskopie v průběhu času.
Fotodokumentace kultury ccRCC organoidů pomocí světelné mikroskopie v průběhu času.
Na počátku kultury po zasazení do gelu extracelulární matrix je patrná solidní kompaktní struktura ccRCC organoidů. Již po 1 dni dochází k významné migraci buněk ccRCC organoidu, která v čase pokračuje. Vytvořeno v BioRender.com.
Fig. 4. Photodocumentation of ccRCC organoid culture by light microscopy over time. The solid compact structure of ccRCC organoids can be seen at the beginning of the culture after embedding in the extracellular matrix gel. After only one day, significant migration of ccRCC organoid cells occurs and continues over time. Created in BioRender.com.

Aplikace nádorových organoidů

Výzkum nádorových organoidů nabízí pro urologickou praxi potenciál translace do klinického využití, zejména v modelování onkogeneze, hledání tumor markerů a testování nových léčiv [39]. Testování efektivity léčiv zahrnuje i experimenty se zdravými organoidy, které plní kontrolní funkci. Experimenty na zdravé tkáni ukazují, zda se účinnost testovaného léčiva nestřetává s toxicitou léčiva [5]. Nádorové organoidy se využívají také k modelování lékové rezistence, vývoje metastáz a genetických změn souvisejících s onkogenezí a odpovědí na léčbu, a to za pomoci CRISPR/Cas9 technologie [40]. Další aplikací nádorových organoidů je predikce odpovědi na imunoterapii a následné rozhodování o nasazení terapie. Nádorové organoidy kultivované metodou air-liquid interface si uchovávají imunitní buňky, které byly přítomny v původním nádoru [41]. Analýza genové exprese ukázala, že nádorové organoidy a původní nádor se liší pouze malým počtem exprimovaných genů. Bylo zjištěno, že repertoár T-buněčných receptorů je vysoce konzervován mezi nádorem a nádorovými organoidy. Dále bylo odhaleno, že nádorové organoidy funkčně rekapitulují imunitní kontrolní bod závislý na interakci PD-1/ PD L1. Tato zjištění umožňují zaměřit se na in vitro výzkum imunitní reakce uvnitř nádoru, vč. rezidentních imunitních buněk bez nutnosti použití periferních imunitních buněk [42]. Společná kultivace nádorových organoidů společně s tumor infiltrujícími lymfocyty, genově modifikovanými T-lymfocyty exprimujícími nové T-buněčné receptory nebo chimérické antigenní receptory může poskytnout další informace pro predikci odpovědi na imunoterapii [41,42].

Další možností využití nádorových organoidů pro studium onkogeneze a invazivního růstu nádoru je tvorba xenograftů. Ty vznikají transplantací lidských nádorových organoidů do imunosuprimovaných myší. Několik studií již prokázalo úspěšné přihojení a schopnost invazivity nádorových organoidů, což ukazuje, že nádorové organoidy si zachovávají vlastnosti nádorové populace a lze je udržovat obojí in vitroin vivo. Nevýhodou xenograftů je nákladná a časově náročná kultivace, přičemž úspešnost tvorby se liší v závislosti na původu nádoru. Dalším omezením je rychlá ztráta lidských stromálních komponent, které jsou rychle nahrazeny myším mikroprostředím [33,43].

 

Limitace nádorových organoidů

Kultivace nádorových organoidů čelí výzvám, zejména v podobě potřeby efektivních a standardizovaných protokolů pro stabilní růst buněčných kultur. Organoidy však nezachovávají nádorové mikroprostředí, které zahrnuje nádorové buňky, stromální složky, imunitní buňky a vaskulaturu, jež mají klíčovou roli v růstu nádoru. Nedostatek těchto fyzikálně-chemických vlastností mikroprostředí omezuje prediktivní schopnost organoidů při studiích in vitro [5].

Pokročilé modely využívající imunitně kompetentní organoidy, např. podle metodiky Neal et al., částečně překonávají tuto bariéru [42]. Mechanizmus zprostředkovávající odpověď na léčbu lze pochopit zkoumáním kompletního nádorového mikroprostředí. Proto by tyto parametry měly být rekapitulovány v pokročilých tkáňových modelech určených pro screening léčiv [44]. Nejobtížnějším úkolem může být vytvoření lidské imunitní odpovědi in vitro zprostředkované autologními imunitními buňkami, které budou aktivovány testovaným léčivem. Odběr a kultivace vlastních imunitních buněk pacienta by měly probíhat souběžně s tvorbou nádorových organoidů [5].

 

Budoucnost směřování

Technologie nádorových organoidů může být zdokonalena pro studium imunoterapie a antiangiogenních léčiv, což otevírá nové hranice využití organoidů. K ověření, zda výsledky terapie získané z organoidů skutečně odrážejí odpověď pacienta in vivo, je nezbytné uskutečnit prospektivní studie. Pokud bude v preklinickém výzkumu prokázána použitelnost organoidů, mohou se v budoucnosti stát účinným nástrojem pro optimalizaci volby léčby v klinické praxi [5,33,44].

 

Závěr

Renální organoidy a tubuloidy představují nové možnosti výzkumu vývoje a funkce ledvin. Do budoucna se očekává, že renální organoidy odvozené z nádorové tkáně budou hrát klíčovou roli nejen ve výzkumu onkogeneze, ale i při hledání nových terapeutických přístupů. Jejich využití může výrazně urychlit vývoj cílené terapie.

 

Střet zájmů: Autoři prohlašují, že v souvislosti s tématem, vznikem a publikací tohoto článku nejsou ve střetu zájmů a vznik ani publikace článku nebyly podpořeny žádnou farmaceutickou firmou.

 

Prohlášení o podpoře: Tvorba této publikace byla podpořena projektem AZV NU23-06-00045.


Sources

1. Duval K, Grover H, Han LH et al. Modeling physiological events in 2D vs. 3D cell culture. Physiology (Bethesda) 2017; 32(4): 266–277. doi: 10.1152/physiol.00036.2016.

2. Clevers H. Modeling development and disease with organoids. Cell 2016; 165(7): 1586–1597. doi: 10.1016/j.cell.2016.05.082.

3. Schutgens F, Verhaar MC, Rookmaaker MB. Pluripotent stem cell-derived kidney organoids: an in vivo-like in vitro technology. Eur J Pharmacol 2016; 790 : 12–20. doi: 10.1016/j.ejphar.2016.06.059.

4. Gao D, Vela I, Sboner A et al. Organoid cultures derived from patients with advanced prostate cancer. Cell 2014; 159(1): 176–187. doi: 10.1016/j.cell.2014.08.016.

5. Mieville V, Griffioen AW, Benamran D et al. Advanced in vitro models for renal cell carcinoma therapy design. Biochim Biophys Acta Rev Cancer 2023; 1878(5): 188942. doi: 10.1016/j.bbcan.2023.188942.

6. Lensink MA, Jongsma KR, Boers SN et al. Responsible use of organoids in precision medicine: the need for active participant involvement. Devel-
opment 2020; 147(7): dev177972. doi: 10.1242/dev.177972.

7. Perrone F, Zilbauer M. Biobanking of human gut organoids for translational research. Exp Mol Med 2021; 53(10): 1451–1458. doi: 10.1038/s12276-021-00606-x.

8. Stewart BJ, Ferdinand JR, Young MD et al. Spatiotemporal immune zonation of the human kidney. Science 2019; 365(6460): 1461–1466. doi: 10.1126/science.aat5031.

9. McCauley HA, Wells JM. Pluripotent stem cell-derived organoids: using principles of developmental biology to grow human tissues in a dish. Development 2017; 144(6): 958–962. doi: 10.1242/dev.140731.

10. Little MH, Kumar SV, Forbes T. Recapitulating kidney development: progress and challenges. Semin Cell Dev Biol 2019; 91 : 153–168. doi: 10.1016/j.semcdb.2018.08.015.

11. Little MH, McMahon AP. Mammalian kidney development: principles, progress, and projections. Cold Spring Harb Perspect Biol 2012; 4(5): a008300. doi: 10.1101/cshperspect.a008300.

12. Kramann R, Kusaba T, Humphreys BD. Who regenerates the kidney tubule? Nephrol Dial Transplant 2015; 30(6): 903–910. doi: 10.1093/ndt/gfu281.

13. Takasato M, Er PX, Chiu HS et al. Kidney organoids from human iPS cells contain multiple lineages and model human nephrogenesis. Nature 2015; 526(7574): 564–568. doi: 10.1038/nature15695.

14. Morizane R, Lam AQ, Freedman BS et al. Nephron organoids derived from human pluripotent stem cells model kidney development and injury. Nat Biotechnol 2015; 33(11): 1193–1200. doi: 10.1038/nbt.3392.

15. Chambers BE, Weaver NE, Wingert RA. The „3Ds“ of growing kidney organoids: advances in nephron development, disease modeling, and drug screening. Cells 2023; 12(4): 549. doi: 10.3390/cells12040549.

16. Combes AN, Zappia L, Er PX et al. Single-cell analysis reveals congruence between kidney organoids and human fetal kidney. Genome Med 2019; 11(1): 3. doi: 10.1186/s13073-019-0615-0.

17. Wu H, Uchimura K, Donnelly EL et al. Comparative analysis and refinement of human PSC-derived kidney organoid differentiation with single-cell transcriptomics. Cell Stem Cell 2018; 23(6): 869–881. doi: 10.1016/j.stem.2018.10.010.

18. Vandana JJ, Manrique C, Lacko LA et al. Human pluripotent-stem-cell-derived organoids for drug discovery and evaluation. Cell Stem Cell 2023; 30(5): 571–591. doi: 10.1016/j.stem.2023.04.011.

19. Gerhardt LM, McMahon AP. Identifying common molecular mechanisms in experimental and human acute kidney injury. Semin Nephrol 2022; 42(3): 151286. doi: 10.1016/j.semnephrol.2022.10.012.

20. Soo JY, Jansen J, Masereeuw R et al. Advances in predictive in vitro models of drug-induced nephrotoxicity. Nat Rev Nephrol 2018; 14(6): 378–393. doi: 10.1038/s41581-018-0003-9.

21. Jun DY, Kim SY, Na JC et al. Tubular organotypic culture model of human kidney. PLoS One 2018; 13(10): e0206447. doi: 10.1371/journal.pone.0206447.

22. Gupta N, Matsumoto T, Hiratsuka K et al. Modeling injury and repair in kidney organoids reveals that homologous recombination governs tubular intrinsic repair. Sci Transl Med 2022; 14(634): eabj4772. doi: 10.1126/scitranslmed.abj4772.

23. Wang H, Brown PC, Chow EC et al. 3D cell culture models: Drug pharmacokinetics, safety assessment, and regulatory consideration. Clin Transl Sci 2021; 14(5): 1659–1680. doi: 10.1111/cts.13066.

24. Tekguc M, Gaal RC, Uzel SG et al. Kidney organoids: a pioneering model for kidney diseases. Transl Res 2022; 250 : 1–17. doi: 10.1016/j.trsl.2022.06.012.

25. Kim J, Koo BK, Knoblich JA. Human organoids: model systems for human biology and medicine. Nat Rev Mol Cell Biol 2020; 21(10): 571–584. doi: 10.1038/s41580-020-0259-3.

26. Phipson B, Er PX, Combes AN et al. Evaluation of variability in human kidney organoids. Nat Methods 2019; 16(1): 79–87. doi: 10.1038/s41592-018-0253-2.

27. Nishinakamura R. Advances and challenges toward developing kidney organoids for clinical applications. Cell Stem Cell 2023; 30(8): 1017–1027. doi: 10.1016/j.stem.2023.07.011.

28. Vives J, Batlle-Morera L. The challenge of developing human 3D organoids into medicines. Stem Cell Res Ther 2020; 11(1): 72. doi: 10.1186/s13287-020-1586-1.

29. Homan KA, Gupta N, Kroll KT et al. Flow-enhanced vascularization and maturation of kidney organoids in vitro. Nat Methods 2019; 16(3): 255–262. doi: 10.1038/s41592-019-0325-y.

30. Allison SJ. Fluid flow enhances vascularization and maturation of kidney organoids. Nature Reviews Nephrology 2019; 15(5): 254. doi: 10.1038/s41581-019-0126-7.

31. Calandrini C, Drost J. Generation of human kidney tubuloids from tissue and urine. J Vis Exp 2021; 170: e62404. doi: 10.3791/62404.

32. Schutgens F, Rookmaaker MB, Margaritis T et al. Tubuloids derived from human adult kidney and urine for personalized disease modeling. Nat Biotechnol 2019; 37(3): 303–313. doi: 10.1038/s41587-019-0048-8.

33. Grassi L, Alfonsi R, Francescangeli F et al. Organoids as a new model for improving regenerative medicine and cancer personalized therapy in renal diseases. Cell Death Dis 2019; 10(3): 201. doi: 10.1038/s41419-019-1453-0.

34. Sugimoto S, Ohta Y, Fujii M et al. Reconstruction of the human colon epithelium in vivo. Cell Stem Cell 2018; 22(2): 171–176. doi: 10.1016/j.stem.2017.11.012.

35. Guo H, Deng N, Dou L et al. 3-D human renal tubular organoids generated from urine-derived stem cells for nephrotoxicity screening. ACS Biomater Sci Eng 2020; 6(12): 6701–6709. doi: 10.1021/acsbiomaterials.0c01468.

36. EAU Guidelines. Edn. presented at the EAU Annual Congress Madrid, Spain 2025.

37. Liu J, Dang H, Wang XW. The significance of intertumor and intratumor heterogeneity in liver cancer. Exp Mol Med 2018; 50(1): e416. doi: 10.1038/emm.2017.165.

38. Tse RT, Wong CY, Ding X et al. The establishment of kidney cancer organoid line in drug testing. Cancer Med 2024; 13(12): e7432. doi: 10.1002/cam4.7432.

39. Li Z, Xu H, Yu L et al. Patient-derived renal cell carcinoma organoids for personalized cancer therapy. Clin Transl Med 2022; 12(7): e970. doi: 10.1002/ctm2.970.

40. Li Z, You Y, Feng B et al. Construction methods and latest applications of kidney cancer organoids. Oncol Rev 2024; 18 : 1434981. doi: 10.3389/or.2024.1434981.

41. Esser LK, Branchi V, Leonardelli S et al. Cultivation of clear cell renal cell carcinoma patient-derived organoids in an air-liquid interface system as a tool for studying individualized therapy. Front Oncol 2020; 10 : 1775. doi: 10.3389/fonc.2020.01775.

42. Neal JT, Li X, Zhu J et al. Organoid modeling of the tumor immune microenvironment. Cell 2018; 175(7): 1972–1988. doi: 10.1016/j.cell.2018.11.021.

43. Collins AT, Lang SH. A systematic review of the validity of patient derived xenograft (PDX) models: the implications for translational research and personalised medicine. PeerJ 2018; 6: e5981. doi: 10.7717/peerj.5981.

44. Tse RT, Zhao H, Wong CY et al. Current status of organoid culture in urological malignancy. Int J Urol 2022; 29(2): 102–113. doi: 10.1111/iju.14727.

Labels
Paediatric urologist Nephrology Urology
Topics Journals
Login
Forgotten password

Enter the email address that you registered with. We will send you instructions on how to set a new password.

Login

Don‘t have an account?  Create new account

#ADS_BOTTOM_SCRIPTS#